Coletas e cultura

O conhecimeto adequado das formas corretas de coletas e cultura são um assunto importante no que tange às Infecções Relacionadas à Assistência em Saúde (IRAs).

Neste curso, você encontrará conteúdos sobre as principais recomendações para a coleta e o transporte de amostras biológicas destinadas à realização de culturas microbiológicas. A seguir, consulte o sumário para acompanhar os tópicos que serão abordados.

Sumário

1. Coleta de Hemocultura

2. Coleta de Urocultura

3. Swab retal

4. Swab nasal

5. Identificação das amostras

Coleta de Hemocultura

Para diagnóstico de infecção sistêmica coletar hemocultura preferencialmente por punção venosa periférica (ANVISA, 2013).

Os materiais necessários para realizar a coleta são (ANVISA, 2013):

  • Garrote;
  • Algodão ou gaze;
  • Antissépticos;
  • Frasco de hemocultura;
  • Agulha e seringa (ou conjunto de escalpe e dispositivo de coleta a vácuo);
  • Luvas estéril.

SAIBA MAIS…

Por que a punção venosa periférica é a primeira escolha para hemoculturas?

A punção venosa periférica constitui a via de escolha para a coleta de hemoculturas, uma vez que reduz o risco de contaminação da amostra por microrganismos associados à colonização de cateteres intravasculares, aumentando a confiabilidade dos resultados microbiológicos.

Além disso, proporciona uma amostra mais representativa dos microrganismos circulantes na corrente sanguínea, minimizando a ocorrência de resultados falso-positivos e contribuindo para o diagnóstico mais preciso das infecções da corrente sanguínea.

Quando a coleta pelo cateter é indicada?

A coleta pelo cateter é indicada quando há suspeita de infecção relacionada ao cateter vascular. Nesses casos, recomenda-se:

  • coletar uma hemocultura por punção venosa periférica;
  • e outra pelo cateter.

 

Depois, compara-se:

  • o tempo para positividade das amostras (período que um microrganismo leva para crescer e dar positivo);
  • ou os microrganismos isolados.

Se a amostra do cateter se torna positiva cerca de 2 horas ou mais antes da amostra periférica, isso sugere que o cateter pode ser a fonte da infecção.

A execução correta de cada etapa da coleta de hemocultura é essencial para reduzir o risco de contaminação e aumentar a acurácia diagnóstica. A seguir, apresenta-se o passo a passo recomendado para pacientes sem cateter e para aqueles portadores de cateter venoso de longa permanência, evidenciando as particularidades de cada situação clínica.

Passo-a-passo de Coleta de Hemocultura

Em adultos:

1. Retirar os frascos de hemocultura;

2. Separar os materiais e identificar os frascos com o nome do paciente, sítio, data e hora da coleta;

3. Higienizar as mãos;

4. Calçar as luvas de procedimento;

5. Realizar a antissepsia da pele. Caso haja sujidade, antes de utilizar a solução à base de álcool, usar a clorexidina degermante 2% e retiraro excesso de sabão com gaze estéril. Aplicar clorexidina alcóolica >0.5% em movimentos circulares a partir do local em que será feita a punção e esperar secar. Repetir mais de uma vez o processo;

6. Realizar desinfecção da tampa de borracha do frasco de hemocultura com álcool 70% e esperar secar;

7. Garrotear o membro;

8. Calçar luvas estéreis;

9. Coletar 16-20 mL e inocular 8-10 mL em cada frasco (aeróbio e anaeróbio).

10. Repetir o mesmo processo em sítio diferente para coleta da 2ª amostra sem necessidade de intervalo de tempo entre as amostras.

Em crianças e neonatos:

1. Retirar os frascos para a coleta de Hemocultura;

2. Separar os materiais e identificar os frascos com o nome do paciente, sítio, data e hora da coleta;

3. Higienizar as mãos;

4. Calçar as luvas de procedimento;

5. Realizar a antissepsia da pele. A realização em crianças segue o mesmo padrão dos adultos. Em neonatos, deve-se realizar com clorexidina 0,5% para > 1000g ou clorexidina aquosa 1% para <1000g.

6. Realizar desinfecção da tampa de borracha do frasco de hemocultura com álcool 70% e esperar secar;

7. Garrotear o membro;

8. Calçar luvas estéreis;

9. Em crianças até 13 kg, coletar 1-3 mL e inocular no frasco aeróbio pediátrico. Entre 13-36 kg, coletar 3-5 mL e inocular no frasco pediátrico. Crianças maiores de 36 kg, idem adulto. Em neonatos, coletar 1 mL e inocular no frasco pediátrico.

Observações:

1. Nas suspeitas de endocardite devem ser coletados 3 sets de hemoculturas com intervalo inferior à 24h (em pacientes sépticos, não há necessidade de intervalo entre as coletas, apenas coletar de sítios diferentes)
2. Nas suspeitas de infecções fúngicas (exceto Candida spp) ou por micobactérias: coletar 1-5mL de sangue após antissepsia da pele e inocular em frasco próprio (Myco/F Lytic)
3. Colher antes da administração de antibióticos. Caso haja terapia antimicrobiana em curso, priorizar o momento anterior à administração da droga.
4. Caso não seja possível a coleta de sangue venoso, proceder a coleta de sangue arterial, respeitando a técnica asséptica descrita.
5. Não coletar sangue de cateteres de curta permanência ou de acessos periféricos.
6. Não enviar ponta de cateter para cultura.

Passo-a-passo de Coleta de Hemocultura de Pacientes com Cateteres de Longa Permanência

São exemplos de cateteres de longa permanência:

• Permcath e Hickman (cateter tunelizado semi-implantável);

• Portcath (cateter totalmente implantável).

Passo-a-passo:

1. Retirar os frascos para coleta de Hemocultura
2. Separar todo o material (luvas de procedimento, gaze estéril, álcool 70%, agulhas, seringas, frascos de hemocultura);
3. Identificar os frascos com nome do paciente, sítio (qual via do cateter foi colhido), data e hora da coleta;
4. Realizar desinfecção da tampa de borracha do frasco de hemocultura com álcool 70% e esperar secar;
5. Higienizar as mãos;
6. Calçar luvas de procedimento;
7. Realizar a desinfecção da conexão do cateter com álcool 70% por 5-15 segundos e esperar secar;
8. Coletar 8-10 mL e inocular no frasco de hemocultura.
9. Encaminhar o material o mais rápido possível para o laboratório. Não refrigerar os frascos.

Pacientes com suspeita de Infecção Relacionada a Cateter de longa permanência:

1. Coletar amostras pareadas de hemoculturas (coletar em momentos próximos e volumes iguais) da seguinte forma:

Uma punção periférica: coletar 16-20mL e inocular 8-10mL no frasco de aeróbio e 8-10mL no frasco de anaeróbio
+
Coleta do cateter: coletar de 8-10mL de cada via (lúmen) do cateter (usar apenas frasco de aeróbio).

Observação:

Não é indicado desprezar alíquota inicial de sangue do cateter, exceto para os pacientes que estão recebendo antibióticos em lock therapy. Nesses casos, despreze a aliquota inicial e lave com soro fisiológico, na técnica de flushing pulsátil. Repetir esse processo em todas as vias do cateter.

Observação: Uma amostra corresponde à dois frascos. 

O vídeo apresentado a seguir tem como objetivo demonstrar, de forma prática, a técnica de coleta de hemocultura, evidenciando as etapas críticas do procedimento e as medidas necessárias para minimizar o risco de contaminação e garantir a confiabilidade dos resultados microbiológicos.

Coleta de urocultura em paciente com cateter vesical de demora

A coleta de urocultura em paciente com cateter vesical de demora depende do tempo de instalação do cateter, como pode ser observado abaixo:

Em até 7 dias da instalação

  • Realizar a desinfecção do local apropriado com álcool 70% e aguardar secar;
  • Clampear o circuito exatamente abaixo do dispositivo coletor;
  • Puncionar com agulha fina (25×7) para evitar danos ao dispositivo

Após 7 dias da instalação

  • Deve ser trocado todo o sistema (exceto paciente de cateterização difícil);
  • Realizar nova inserção do CVD;
  • Coletar a urina do cateter novo

importante!

Principais recomendações relacionadas à coleta de urinocultura

É importante que a amostra seja encaminhada ao laboratório, em frasco estéril, o mais rápido possível. Além disso, a amostra não deve ser coletada do saco coletor e também não se deve desconectar o sistema para realização da coleta.

Swab retal

A coleta de swab retal deve seguir os seguintes passos:

1. Higienizar as mãos;

2. Calçar as luvas de procedimento;

3. Abrir a embalagem do swab;

4. Umedecer o algodão em salina estéril (não utilizar gel lubrificante);

5. Inserir no esfíncter anal, fazendo movimentos rotatórios. Ao retirar, certifique-se que existe coloração fecal no algodão;

6. Introduzir no frasco com meio de transporte e fechá-lo;

7. Encaminhar o mais breve possível ao laboratório.

É fundamental que o swab utilizado seja de algodão e que a ponta da haste que suporta o algodão esteja bem revestida. O swab retal é utilizado para pesquisa de ERC e VRE.

Swab nasal

A coleta de swab nasal deve seguir os seguintes passos, descritos abaixo (ANVISA, 2013):

1. Higienizar as mãos;
2. Calçar as luvas de procedimento;
3. Abrir a embalagem do swab;
4. Umedecer o algodão em salina estéril (não utilizar gel lubrificante);
5. Coletar material das narinas direita e esquerda (mesmo swab);
6. Introduzir no frasco com meio de transporte, efetivando o fechamento;
7. Encaminhar o mais breve possível ao laboratório.

O swab nasal é utilizado para pesquisa de MRSA. 

Os pacientes da UTI Neonatal apresentam particularidades no que tange à coleta de swab. Leia mais sobre nos quadros abaixo:

Vigilância de Multirresistentes (MR) na Unidade Neonatal

Para os recém-nascidos transferidos do alojamento conjunto do HUAP para a Unidade Neonatal (tendo permanecido por mais de 24 horas) ou aqueles recém-nascidos transferidos de outras instituições de saúde para a Unidade Neonatal do HUAP, a vigilância de MR ocorre segundo os seguintes critérios:

1. Pacientes com documentação de colonização por MDR devem manter precaução durante toda a internação;

2. Os pacientes internados na UTI Neonatal além do rastreio de admissão, realizam também o rastreio semanal às terças-feiras (pesquisa de MRSA, ESBL e ERC);

3. No rastreio semanal na 1ª terça-feira do mês, incluir pesquisa de VRE;

4. Os pacientes em rastreio devem permanecer em precaução até o resultado;

5. Os pacientes internados na UTI Neonatal cujas mães estejam em precaução de contato por VRE, MRSA, ERC, Acinetobacter e Pseudomonas resistente à carbapenêmicos, devem permanecer em precaução de contato até a alta.

 

 

Pesquisa de ESBL, ERC e VRE

A pesquisa de ESBL, ERC e VRE é feito através da coleta de swab retal, seguindo os passos a seguir:

1. Higienizar as mãos com água e sabão ou álcool glicerinado;
2. Calçar luvas de procedimento;
3. Abrir a embalagem do swab;
4. Umedecer o algodão em salina estéril (não usar gel lubrificante);
5. Inserir no esfíncter anal, fazendo movimentos rotatórios;
6. Introduzir no frasco com meio de transporte e fechá-lo;
7. Encaminhar o mais breve possível ao Laboratório de Microbiologia.

 

Pesquisa de MRSA

A pesquisa de MRSA é feito através da coleta de swab nasal, seguindo os passos a seguir:

1. Higienizar as mãos com água e sabão ou álcool glicerinado;
2. Calçar luvas de procedimento;
3. Abrir a embalagem do swab;
4. Umedecer o algodão em salina estéril (não usar gel lubrificante);
5. Coletar material do coto umbilical, narinas direita e esquerda e perianal (mesmo swab, seguindo essa ordem);

 

Identificação das amostras

Além do pedido completo, na identificação das amostras devem estar presentes as seguintes informações:

  • Nome e registro do paciente;
  • Leito ou ambulatório e especialidade;
  • Material colhido;
  • Data, hora e quem realizou a coleta.

IMPORTANTE

Identificação das amostras

Sempre colocar a identificação no corpo do recipiente que contém a amostra, nunca na tampa, evitando identificar sobre o código de barras.

Agora, você pode testar os seus conhecimentos acerca do tema através do formulário abaixo:

AVALIAÇÃO FINAL DO CURSO

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
BRASIL. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Microbiologia Clínica para o Controle de Infecção Relacionada à Assistência à Saúde. Módulo 4 : Procedimentos Laboratoriais: da requisição do exame à análise microbiológica e laudo final/Agência Nacional de Vigilância Sanitária.– Brasília: Anvisa, 2013.

Translate »